دوره 27، شماره 2 - ( بهار 1400 )                   جلد 27 شماره 2 صفحات 230-245 | برگشت به فهرست نسخه ها


XML English Abstract Print


Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:

Ahmadi F, Siahkouhian M, Mirdar S, Tapak L. The Effect of a Detraining After Resistance Training on the Histochemical Expression of Potassium Channels and Mitochondrial Biogenesis of Heart Tissue in Male Rats. Horizon Med Sci. 2021; 27 (2) :230-245
URL: http://hms.gmu.ac.ir/article-1-3501-fa.html
احمدی فاطمه، سیاه کوهیان معرفت، میردار شادمهر، تاپاک لیلی. اثر بی‌تمرینی متعاقب تمرین مقاومتی بر بیان ایمنو هیستوشیمیایی کانال‌های پتاسیمی و بیوژنز میتوکندری در بافت قلب موش‌های نر. افق دانش. 1400; 27 (2) :230-245

URL: http://hms.gmu.ac.ir/article-1-3501-fa.html


1- گروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده علوم تربیتی و روانشناسی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران.
2- گروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده علوم تربیتی و روانشناسی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران. ، m_siahkohian@uma.ac.ir
3- گروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده تربیت‌بدنی و علوم ورزشی، دانشگاه مازندران، بابلسر، ایران.
4- گروه آمارزیستی، مرکز تحقیقات مدل‌سازی بیماری‌های غیرواگیر، دانشکده بهداشت، دانشگاه علوم پزشکی همدان، همدان، ایران.
متن کامل [PDF 5373 kb]   (175 دریافت)     |   چکیده (HTML)  (290 مشاهده)
متن کامل:   (105 مشاهده)

مقدمه

تمرینات مقاومتی با سازگاری‌های مختلفی در ارگان‌های بدن همراه است [1]. با این حال، سازگاری عملکردی و مورفولوژی می‌تواند بعد از دوره کوتاه بی‌تمرینی کاهش یابد [2]. بی‌تمرینی را می‌توان وقفه جزئی یا تمام یک برنامه تمرینی یا از دست دادن جزئی یا کل مزایای ورزش در پاسخ به یک محرک ناکافی ورزشی دانست [3]. برخی از مطالعات نشان داده‌اند که سازگاری متابولیکی و عملکردی برنامه‌های ورزشی حتی پس از دوره‌های کوتاه‌مدت بی‌تمرینی به دلایلی مانند بیماری و تعطیلات می‌تواند کاهش یابد [4]. 
بی‌تمرینی باعث از دست رفتن سازگاری‌های مختلف از جمله قلبی ـ عروقی می‌شود [3]. کانال‌های پتاسیمی و بیوژنز میتوکندریایی از جمله سازگاری‌های قلبی ـ عروقی هستند که تحت تأثیر تمرین ورزشی قرار می‌گیرند [6 ،5]. 
کانال‌های پتاسیمی حساس به ‌ATP (ATPK) در بافت‌های مختلف مانند قلب بیان می‌شود [7]. در سیستم قلبی ـ عروقی این کانال‌ها نقش محافظتی در استرس‌های متابولیک مثل هایپوکسی و ایسکمی (که در آن غلظت ATP داخل سلولی کاهش می‌یابد) دارد. در قلب کانال‌های پتاسیمی در کاهش مدت زمان پتانسیل عمل و از دست دادن پتاسیم داخل سلولی نقش دارند [8]. 
مهار کانال‌های پتاسیمی سبب مهار رشد و ایجاد هایپرتروفی پاتولوژیک در قلب می‌شود. فعال شدن کانال‌های‌ KATP با کاهش مرگ سلولی و آسیب‌های بافتی سبب ایجاد حفاظت در قلب می‌شود [9]. میوسیت‌های قلبی دارای دو نوع  مختلف کانال‌های پتاسیمی حساس به ATP هستند. یک نوع کلاسیک آن در سارکولم (sarc K ATP‌) و نوع دیگر در غشای داخلی میتوکندی (mitok ATP) وجود دارد [10]. 
تمرینات ورزشی می‌توانند اثرات مطلوبی بر این کانال‌ها داشته باشد. مطالعات مولکولی مشخص کرده‌‌اند که کانال‌های پتاسیم حساس به ATP سطح غشایی از کمپلکس‌های اکتامری شامل چهار زیرواحد تشکیل‌دهنده سوراخ (KIR6/2) و چهار زیر‌واحد گیرنده تنظیمی سولفونیل اوره (SUR) تشکیل شده‌اند. دو ایزوفرم از KIR (KIR6/1 و KIR6/2) و سه ایزوفرم از SUR (SUR1 و SUR2A ،SUR2B) مشخص شده‌اند [10]. 
برخی تحقیقات نشان داده که تمرین هوازی بر SUR و محتوای KIR  اثر دارد [12 ،11]. در تحقیق وانگ و همکاران که اثر هشت هفته تمرین هوازی در موش‌های نر و ماده بررسی شد، مشخص شد تمرین باعث افزایش SUR و KIR6/2 شده است [11]. 
برون و همکاران نیز افزایش کانال‌های پتاسیمی را در اثر 12 هفته ورزش منظم هوازی گزارش کردند [12]. اثرات دیگر تمرینات به درستی مشخص نیست. به عنوان مثال، در مورد تمرین مقاومتی نتایج روشنی ارائه نشده است. از سوی دیگر اثر بی‌تمرینی متعاقب تمرینات ورزشی بر کانال‌های پتاسیمی نیز مشخص نیست.
اما برخی مطالعات نشان داده که اثر برادی کاردیک ناشی از ورزش (که می‌تواند ناشی از عملکرد این کانال‌ها باشد) در اثر بی‌تمرینی کاهش پیدا می‌کند [14 ،13]. جونیور و همکاران در تحقیقی نشان دادند که هشت هفته ورزش باعث بهبود مارکرهای مرتبط با فشار خون و هیپرتروفی قلبی، از جمله skeletal α-actin و نسبت α/β-MHC می‌شود، اما چهار هفته بی‌تمرینی باعث از دست رفتن این سازگاری‌ها شد [14].
دیگر سازگاری‌ مهم ناشی از تمرین افزایش در اندازه و چگالی میتوکندری است. PGC1α‌ نقش مهمی در این زمینه دارد [15].  PGC1α  در عضله قلب و عضله اسکلتی برای تأمین انرژی و در پاسخ به تمرین بیان می‌شود [16] و نقش مهمی در تنظیم بیوژنز میتوکندری ایفا می‌کند [17]. 
افزایش PGC1α رونویسی عامل تنفس هسته‌ای را تحریک کرده و منجر به افزایش بیان عامل رونویسی میتوکندریایی (TFAM) و سایر زیرواحدهای میتوکندریایی زنجیره انتقال الکترون می‌شود. TFAM ژن هدف برای NRF1  است که نقش مهمی را در انسجام واکنش‌های متقابل بین میتوکندری و هسته ایفا می‌کند [17]. این ژن یک فاکتور رونویسی میتوکندری است که فعال‌کننده کلیدی در رونویسی محسوب می‌شود [17].
مطالعات محدودی نشان داده که ورزش هوازی و مقاومتی PGC1α را در عضله اسکلتی و قلب افزایش می‌دهد [19 ،18]. همچنین افزایش TFAM در عضله اسکلتی در اثر تمرین هوازی گزارش شده است [20]. 
یافته‌های موجود نشان می‌دهد سازگاری‌های میتوکندریایی در عضلات اسکلتی بعد از بی‌تمرینی متعاقب تمرین هوازی و تمرین مقاومتی کاهش پیدا می‌کند [22 ،21]، اما در مورد اثرات بی‌تمرینی بر عوامل بیوژنز میتوکندریایی (PGC1α وTFAM‌) در سلول‌های قلبی نتایج مشخصی ارائه نشده است.
به نظر می‌رسد سازگاری قلب و عروق با ویژگی‌های تمرین مانند شدت و مدت تمرین متناسب باشد؛ بنابراین بی‌تحرکی و بی‌تمرینی ممکن است قلب و دستگاه قلبی ـ عروقی را تضعیف کند. این مسئله در افراد آماده‌تر به صورت بیشتری نمایان می‌شود؛ بنابراین با توجه به اهمیت کانال‌های پتاسیمی و عوامل بیوژنز میتوکندریایی در زمان تمرین و بی‌تمرینی و همچنین محدودیت‌های پژوهشی موجود در این زمینه، هدف از تحقیق حاضر بررسی اثر یک دوره بی‌تمرینی متعاقب مقاومتی بر بیان ایمنو‌هیستوشیمیایی کانال‌های پتاسیمی حساس به ATP و بیوژنز میتوکندریایی بافت قلب موش‌های صحرایی‌ نر است.

مواد و روش‌ها

این تحقیق از نوع تجربی با گروه کنترل بود. سی سر موش (بر اساس منابع قبلی) [18 ،12] صحرایی نر نژاد ویستار در سن پنج هفتگی خریداری و به محل نگهداری حیوانات آزمایشگاه گروه فیزیولوژی ورزشی دانشگاه مازندران منتقل شد. سپس به طور تصادفی به چهار گروه (گروه کنترل، گروه کنترل ـ ‌بی‌تمرینی، گروه تمرین مقاومتی و گروه تمرین مقاومتی ـ بی‌تمرینی) تقسیم شدند.
گروه کنترل در ابتدای تحقیق کشتار و گروه کنترل بی‌تمرینی در قفس‌های مربوطه با دسترسی آزاد به آب و غذا قرار گرفته و فعالیت ورزشی نداشتند. مدت زمان گروه کم‌تحرکی در گروه کنترل ـ بی‌تمرینی از گروه کنترل سه هفته بیشتر به طول انجامید. 
گروه تمرین مقاومتی و گروه تمرین مقاومتی ـ بی‌تمرینی در طول تحقیق پروتکل تمرین مقاومتی را طبق جدول شماره 1 انجام داد. گروه تمرین مقاومتی ـ بی‌تمرینی بعد از اتمام دوره تمرینات به مدت سه هفته هیچ نوع تمرینی نداشتند. در پایان دوره موش‌ها ابتدا بی‌هوش و سپس با استفاده از وسایل جراحی، بافت قلب آن‌ها جداسازی و بلافاصله در مایع فرمالین قرار داده شد. 



به طور خلاصه گروه‌بندی‌ها به شکل زیر انجام شد:
- گروه کنترل: کشتار در ابتدای تحقیق.
- گروه تمرین مقاومتی: انجام هشت هفته تمرین مقاومتی و کشتار بعد از هشت هفته.
- گروه تمرین مقاومتی ـ بی تمرینی: انجام هشت هفته تمرین مقاومتی و سپس بی‌تمرین شدن به مدت سه هفته و کشتار بعد از آن.
- گروه کنترل ـ بی‌تمرینی: انجام ندادن هیچ نوع فعالیت ورزشی در طول تحقیق (یازده هفته) و کشتار بعد از آن.
برنامه تمرین قدرتی
در تمرین قدرتی اسکات، به منظور شرطی‌سازی موش‌ها، هر روز به مدت بیست دقیقه جلیقه را با کمک پژوهشگر می‌پوشیدند و در هفته‌ اول با کمک پژوهشگر سه سِت ده‌تایی روی دو پا به حالت اسکات قرار می‌گرفتند. در هفته‌ دوم به منظور آشنایی آزمودنی‌ها روی دستگاه اسکات ساخت طراحی میردار و صدوقی قرار می‌گرفتند و بدون وزنه هر روز سه سِت ده‌تایی حرکت اسکات را اجرا می‌کردند.
برای تحریک به اجرای حرکت شوک الکتریکی ملایمی در پایین دستگاه و کف پای آزمودنی تعبیه شد. طول دوره تمرین موش‌ها هشت هفته بود، که به صورت سِت‌های ده‌تایی اجرا شد. شدت تمرین در سه مرحله ابتدا، پایان هفته چهارم و پایان هفته هشتم پروتکل تمرینی حداکثر یک تکرار بیشینه (1RM) آزمودنی‌ها گرفته شد.
سپس با استفاده از آن مطابق با جدول شماره 1، پروتکل به صورت دو دوره چهار هفته‌ای اجرا شد. وزنه‌ جابه‌جا‌شده توسط آزمودنی با احتساب وزن جلیقه و اهرم دستگاه اندازه‌گیری و قدرت و شدت تمرین تعیین شد. به غیر از زمان فعالیت اصلی، پنج دقیقه برای گرم کردن و پنج دقیقه برای سرد کردن در نظرگرفته شد، به نحوی که با پوشاندن جلیقه، به کمک پژوهشگر حرکت اسکات انجام شد.
تمرین قدرتی هندگریپ نیز مطابق با تمرین اسکات و با دستگاه هندگریپ اجرا شد، با این تفاوت که در تمرین هندگریپ آزمودنی‌ها در دو هفته اول آشنایی در سه سِت ده‌تایی بدون وزنه از دستگاه آویزان شدند.
تمرین هندگریپ با استفاده از وزنه‌های متصل به دم آزمودنی‌ها به صورت بارفیکس با حمایت پژوهشگر از قسمت انتهایی دم بدون هیچ‌گونه کمک و اعمال نیرویی از طرف پژوهشگر اجرا شد. آزمودنی‌ها بین سِت‌های تمرینی از دستگاه جدا و استراحت فعال داشتند. به غیر از زمان فعالیت اصلی، آزمودنی‌ها پنج دقیقه برای گرم کردن و پنج دقیقه برای سرد کردن روی دستگاه به کمک پژوهشگر حرکت هندگریپ را اجرا کردند [23].
همچنین 1RM با توجه به وزنه‌ جابه‌جا‌شده و تعداد تکرار طبق فرمول شماره 1 محاسبه شد.
فرمول (1): (تعداد تکرار×2) - 100=A
درنتیجه:
100 / A × وزنه جابه‌جا‌شده=‌1RM
هیستوپاتولوژی 
پس از برداشت بافت مورد نظر با استفاده از محلول بوئن یا فرمالین 10 درصد ثابت‌سازی انجام گرفت. استفاده از این فیکساتیو طی مراحل تهیه بافت منجر به نتایج بهتر رنگ‌آمیزی می‌شود. سپس به منظور آبگیری بافت، نمونه را به ترتیب در الکل 70 درصد، 80 درصد و 90 درصد و مطلق قرار داده شد. 
در مرحله قالب‌گیری، نمونه آغشته‌شده با پارافین در این مرحله، در داخل قالب پر از پارافین مذاب قرار گرفت. ضمن انجماد پارافین، نمونه نیز در داخل باقی‌مانده و آماده مقطع‌گیری شد. نمونه همراه با قالب پارافین توسط دستگاهی به نام میکروتوم به ضخامت پنج تا ده میکرون، برش داده شد. 
روش ایمونوهیستوشیمی IHC
نمونه با PBS در سه مرحله شسته شده و  داخل بافر سیترات (pH:9.1) به مدت بیست دقیقه در دمای هفتاد درجه انکوبه شد. به منظور بازیابی آنتی‌ژنی روی نمونه‌ها اسیدکلریدریک دو نرمال به مدت سه دقیقه ریخته شد. سپس سلول‌ها با PBS شسته شدند. 
تریتون 0/3 درصد به مدت سی دقیقه به منظور نفوذپذیر کردن غشاء سلول‌ها استفاده شد و سپس با PBS شست‌وشو داده شدند. سرم بز 10 درصد برای مدت سی دقیقه به منظور بلوک کردن واکنش آنتی‌بادی ثانویه به صورت رنگ اضافی زمینه اضافه شد.
بعد از آن، نمونه از انکوباتور به اتاق تاریک منتقل شد و بعد از چهار بار شست‌وشو، به آن‌ها DAPI  اضافه شد، بلافاصله برداشته شد و روی نمونه PBS ریخته شد. در مرحله آخر، نمونه توسط میکروسکوپ فلوروسنت مدل Labomed tcs400 مشاهده شد. همچنین از کیت آزمایشگاهی Kir6.2: Sc-390104 (شرکت Santa Cruz Biotechnology Inc، آمریکا)، SUR2: MBS8242984 (از شرکت MyBioSource آمریکا)، PGC1: ab54481 (شرکت Abcam انگلیس) و TFAM: LS-B9989 (شرکت LifeSpan BioSciences آمریکا) استفاده شد.

روش آماری

در تحقیق حاضر برای بررسی طبیعی بودن توزیع داده‌ها از آزمون شاپیرو ویک استفاده شد. همچنین برای بررسی متغیرهای تحیقیق از آزمون آنالیز واریانس یک‌راهه و آزمون تعقیبی توکی استفاده شد. تمامی بررسی‌ها با استفاده از نرم‌افزار prism نسخه 5 و در سطح 0/05≤α انجام گرفت.

یافته‌ها

نتایج آزمون آنالیز واریانس نشان داد که در بین گروه‌ها از نظر بیان KIR6.2 ،‌SUR2a ،‌PGC1α و TFAM در بافت قلب موش‌های صحرایی نر تفاوت معناداری وجود دارد (0/001=P). آزمون تعقیبی توکی نیز مشخص کرد بیان KIR6.2 ،‌SUR2a ،PGC1α و TFAM در گروه‌های کنترل ـ بی‌تمرینی (0/001=P)، تمرین مقاومتی(0/001=P) و تمرین مقاومتی ـ بی‌تمرینی (0/001=P) در مقایسه با گروه کنترل افزایش معنادار داشت. 
همچنین در گروه تمرین مقاومتی در مقایسه با گروه کنترل ـ بی‌تمرینی افزایش بیان KIR6.2 ،‌‌SUR2a ،‌PGC1α و TFAM (P=0/001) و در گروه تمرین مقاومتی ـ بی‌تمرینی در مقایسه با گروه تمرین مقاومتی (0/001=P) کاهش بیان گزارش شد. از نظر بیان KIR6.2 ،‌SUR2a و TFAM بین گروه کنترل ـ بی‌تمرینی با گروه تمرین مقاومتی ـ بی‌تمرینی (0/05≤P) تفاوت معناداری مشاهده نشد (تصاویر شماره 1، 2، 3 و 4)، اما بیان PGC1α در گروه تمرین مقاومتی ـ بی‌تمرینی در مقایسه با گروه کنترل ـ بی‌تمرینی بیشتر بود (0/001=P). 





بحث

تحقیق حاضر با هدف تأثیر یک دوره بی‌تمرینی متعاقب تمرین مقاومتی بر بیان KIR6/2 ،SUR2a ،TFAM و PGC1α در بافت قلب موش‌های صحرایی نر جوان انجام شد. نتایج نشان داد که تمرین مقاومتی بر کانال‌های پتاسیمی تأثیر معناداری داشته‌اند. 
بر این اساس، گروه تمرین مقاومتی از سطوح بالای KIR6/2 و SUR2a برخوردار بودند. به نحوی که گروه‌های تمرین مقاومتی ـ بی‌تمرینی، گروه کنترل ـ بی‌تمرینی و گروه کنترل در مراتب بعدی از نظر بیان KIR6.2 و SUR2a قرار داشتند. 
در مورد تأثیر تمرین مقاومتی بر این پروتئین‌ها نتایج روشنی یافت نشد، اما تحقیقات وانگ و همکاران نشان داد تمرین منظم استقامتی باعث افزایش معنا‌دار میوسیت SUR و محتوای KIR  می‌شود [11]. 
دیوید و همکاران نشان دادند پروتئین KIR افزایش 58 درصدی و SUR افزایش 75 درصدی را در گروه تمرین داشت [12]. در تحقیقات کرالویچ و همکاران نیز نشان داده شد تمرینات تناوبی باعث افزایش SUR2a در بافت قلب موش‌های با نارسایی قلبی می‌شود [24].
در مورد اثرات بی‌تمرینی متعاقب تمرینات ورزشی بر کانال‌های پتاسیمی نیز نتایج روشنی یافت نشد، اما برخی مطالعات نشان داده که اثر برادی کاردیک ورزش مزمن هنگامی که موش‌ها به مدت دو هفته بی‌تمرین شدند، معکوس شد [13]. تنظیم منظم بیان کانال‌های پتاسیمی حساس به ATP  در پاسخ به ورزش می‌تواند به عنوان یک عنصر مهم سازگاری باشد [25]. 

در همین راستا کان و همکارانش گزارش کردند که حذف کانال‌های حساس به ATP هنگام تمرین ورزشی منجر به نقص عملکرد قلبی می‌شود [26]. زینگ مان و همکاران نشان دادند که افزایش ناشی از ورزش در بیان کانال ATP  باعث افزایش سرعت و بزرگی عمل کوتاه ‌شدن پتانسیل عمل در پاسخ به شتاب ضربان قلب می‌شود [25]. 
مطالعات اخیر با استفاده از موش‌های فاقد Kir6.2 نشان داد اختلال در فعالیت کانال KATP منجر به فعال شدن مسیرهای وابسته به کلسی نورین، که به نوبه خود باعث افزایش تجمع هسته‌ای عوامل رونویسی طرفدار هیپرتروفیک MEF2 و NF-AT می‌شود [28 ،27].
ورزش از طریق مسیر آبشار سیگنالی پایانه کیناز c-Jun/NH2 باعث فعال‌سازی رونویسی ژن SUR2a می‌شود [25]. اگرچه تعریف دقیق مکانیسم زمینه‌ساز تنظیم مجدد کانال‌های KATP توسط ورزش به مطالعه بیشتر نیاز دارد، اما برخی مطالعات نشان داده که افزایش رونویسی ABCC9  باعث تولید SUR2A و افزایش بیان کانا‌های عملکردی KATP در پاسخ به مواجهه کوتاه‌مدت با ورزش می‌شود [25]. 
در مورد KIR6/2 نیز فعالیت آن در VSM توسط مسیرهای سیگنالینگ PKC (مهاری) و PKA (فعال سازی) و استرس متابولیکی مانند هیپوکسی و ایسکمی قابل تعدیل است [29].
اما آنچه قابل‌توجه است روند کاهشی در بیان کانال‌های پتاسیم متعاقب بی‌تمرینی است. در این تحقیق از نظر بیان KIR6.2 و SUR2a بین گروه کنترل ـ بی‌تمرینی با گروه تمرین مقاومتی ـ بی‌تمرینی تفاوت معنادارای وجود نداشت. 
به عبارت دیگر، موش‌های تمرین کرده در صورتی که با بی‌تمرینی مواجه شوند، می‌توانند در کوتاه‌مدت مقادیر KIR6.2 و SUR2a سلول‌های قلبی را از دست داده و به شرایط کنترل ـ بی‌تمرینی نزدیک شوند. 
با توجه به اینکه تنش برشی از عوامل افزایش‌دهنده بیان کانا‌های پتاسیمی است [30] و تحت تأثیر ورزش و بی‌تمرینی قرار می‌گیرد [31]، می‌توان یکی از دلایل کاهش بیان این کانال‌ها را به کاهش تنش برشی نسبت داد. از سوی دیگر، افزایش و یا کاهش کانال‌های پتاسیمی بر عوامل بیوژنز میتوکندریایی همچون PGC1α نیز مؤثر است [32].
نتایج ما نشان داد که تمرین مقاومتی باعث افزایش بیان PGC1α می‌شود. هرچند بی‌تمرینی متعاقب تمرین مقاومتی، باعث کاهش آن می‌شود. باقدم و همکاران در بررسی تأثیر تمرین مقاومتی بر آیرزین و بیان ژن PGC1α در عضله قلب موش‌های دیابتی نشان دادند که تمرین مقاومتی باعث افزایش معناردار PGC1α می‌شود [19]. 

شعبانی و همکاران، تأثیر هشت هفته تمرینات هوازی بر بیان PGC1α و VEGF در عضله قلبی موش‌های نر سالم را بررسی کرده و تغییر معناداری در PGC1α گزارش نکردند [18]. PGC1α دو ایزوفرم آلفا و بتا دارد و از طریق فعال کردن گروهی از عوامل انتقال سبب افزایش بیوژنز میتوکندریایی شده و خود تحت تأثیر عواملی فعال می‌شود [19].
کانگ و همکاران گزارش کردند بیان PGC1α نقش مهمی در جلوگیری از آتروفی عضله اسکلتی دارد و نشان‌دهنده افزایش مسیر بیوژنز میتوکندریایی و کاهش آسیب اکسیداتیو است [33].
مطالعات نشان داده که فعالیت ‌بدنی، بیان PGC1α را از طریق مسیر گیرنده بتا آدرنرژیک/cAMP افزایش می‌دهد [34]. فعالیت ورزشی و افزایش تقاضای انرژی به افزایش AMP‌، غلظت کلسیم (ca) گروه‌های فسفات آزاد (pi) و گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) درون سلولی منجر می‌شود.
این سوبسترا به فعال‌سازی برخی از سیگنال‌‌های درون سلولی، از جمله پروتئین وابسته به کلسیم کالمودولین پروتئین کیناز فعال‌شونده با (AMPK) AMP و کیناز فعال‌شونده با میتوژن P38 منجر می‌شود که نقش مهمی در تنظیم افزایشی فعالیت PGC1α و در پی آن بیوژنز میتوکندری دارد [33].
فعالیت کانال‌های پتایسمی نیز برای حفظ بیان PGC-1α در شرایط استرس مورد نیاز است. سرکوب فعالیت کانال‌ KATP، بیان PGC1α را از طریق مسیر سیگنالینگ FOXO1 مختل می‌‌کند [32]. این احتمال وجود دارد Akt بیان ژن PGC1α را از طریق فسفوریلاسیون و خروج هسته‌ای  phos-FOXO1تنظیم می‌کند. 

مطالعات پیشین نشان داده که اختلال در فعالیت کانال KATP در میوسیت‌های قلبی نوزادان باعث افزایش فسفوریلاسیون Akt می‌شود [32]. در همین راستا نتایج ما نشان داد به دنبال افزایش KIR6.2 و SUR2a در اثر تمرین مقاومتی، بیان PGC-1α افزایش پیدا می‌کند. همچنین متعاقب بی‌تمرینی و کاهش بیان کانال‌های پتاسیمی، بیان PGC-1α نیز کاهش می‌یابد.
PGC-1α بیوژنز میتوکندری را با همبستگی مستقیم عوامل رونویسی همانند فاکتور تنفسی هسته‌ای (NRF) و گیرنده مرتبط با استروژن (ERR) تعدیل می‌کند [35]. محل‌های اتصال برای مونومر NRF-1 و هتروترامر NRF-2 (به عنوان GABP نیز شناخته می‌شوند) در پروموترهای بیشتر ژن‌های زنجیره تنفسی یافت می‌شوند. 
تاکنون اثر بیان بیش از حد NRF-1 یا NRF-2 در بافت قلبی ارزیابی نشده است، اما بیان بیش از حد NRF-1 در عضلات اسکلتی باعث افزایش ژن‌های فسفوریلاسیون اکسیداتیو (OXPHOS) شد. PGC-1α از لحاظ فیزیکی با هر دو NRF-1 و -2 در تعامل است و فعالیت آن‌ها را روی ژن‌های میتوکندری تحریک می‌کند [37 ،36].
همچنین افزایش PGC1α رونویسی عامل تنفس هسته‌ای را تحریک کرده و منجر به افزایش بیان عامل رونویسی میتوکندریایی (TFAM) و سایر زیرواحدهای میتوکندریایی زنجیره انتقال الکترون می‌شود [17]. 
پژوهش حاضر نشان داد که تمرین مقاومتی باعث افزایشTFAM در سلول‌های قلبی موش‌های سالم می‌شود، اما بی‌تمرینی باعث کاهش معنادار آن شد. پوپو و همکاران تأثیر دو ماه تمرین هوازی را بر TFAM عضله اسکلتی در نمونه‌های انسانی بررسی کرده و افزایش معنادار آن را گزارش کردند [20]. ایسلام و همکاران نیز نتایج مشابهی را گزارش کردند [38].  

واکنش‌های متقابل بین ژنوم هسته‌ای و میتوکندری، تا حدودی از طریق پروتئین‌های رمزگذاری‌شده هسته‌ای همچون TFAM ،‌TFB1 و TFB2 انجام می‌شود. ژن‌های این سه پروتئین توسط PGC-1α از طریق القا و فعال‌سازی NRF-1 و NRF-2 القا می‌شوند.
TFAM‌، یک گروه فاکتور رونویسی تحرک بالا بوده و مسئول تکثیر و رونویسی DNA میتوکندری است. اختلال در هدف TFAM به طور خاص در بافت قلبی منجر به کاهش قابل‌توجهی در ظرفیت حمل‌و‌نقل الکترونی، کاردیومیوپاتی خود به خودی و نارسایی قلبی می‌شود. در مقابل، افزایش بیان TFAM در بافت قلبی باعث محافظت از نارسایی قلبی ناشی از انفارکتوس میوکارد شده است [39]. 
مطالعات نشان داده که ROS از طریق اتصال به mtDNA منجر به تخریب و کاهش عملکرد آن می‌شود. فاکتور رونویسی میتوکندری (TFAM)، به mtDNA  متصل و آن را می‌پوشاند و در حالی که عملکرد میتوکندری را افزایش می‌دهد، از ROS و تخریب آن محافظت می‌کند [40]. 
ورزش از طریق افزایشPGC1α  باعث افزایش TFAM شده و بیوژنز میتوکندریایی را افزایش می‌دهد. با این حال بی‌تمرینی می‌تواند این روند را معکوس کند [40]. 
نتایج پژوهش حاضر نیز نشان داد که بی‌تمرینی باعث کاهش PGC1α و TFAM در سلول‌های قلبی موش‌های سالم می‌شود. این احتمال وجود دارد که بی‌تمرینی از طریق افزایش عواملی همچون ROS و نیز کاهش PGC1α و TFAM بیوژنز میتوکندریایی را کاهش ‌دهد. 

نتیجه‌گیری

درنهایت نتایج این تحقیق نشان می‌دهد که تمرین مقاومتی باعث افزایش کانال‌های پتاسیمی KIR6.2 و SUR2a و همچنین افزایش عوامل بیوژنز میتوکندریایی PGC1α و TFAM سلول‌های قلبی می‌شود. تمرین مقاومتی از طریق افزایش KIR6.2 و SUR2a در افزایش بیوژنز میتوکندریایی از طریق PGC1α و TFAM مؤثر است.
با این حال، سازگاری‌های قلبی ناشی از تمرین مقاومتی، در اثر بی‌تمرینی به مراحل پایه قابل بازگشت است. بی‌تمرینی باعث کاهش بیان کانال‌های پتاسیمی و عوامل افزایش‌دهنده بیوژنز میتوکندریایی می‌شود. 

ملاحظات اخلاقی

پیروی از اصول اخلاق پژوهش

این مطالعه مورد تایید کمیته اخلاق دانشگاه علوم پزشکی اردبیل با کد اخلاق IR.ARUMS.REC.1398.555 قرار گرفت.

حامی مالی

این مقاله برگرفته از رساله دکتری نویسنده اولگروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده علوم تربیتی و روانشناسی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل است.

مشارکت نویسندگان

 تمام نویسندگان در طراحی، اجرا و نگارش همه بخش‌های پژوهش حاضر مشارکت داشته‌اند.

تعارض منافع

نویسندگان این مقاله هیچ‌گونه تعارض منافع ندارند.

References

  1. Melo S, da Silva Júnior N, Barauna V, Oliveira E. Cardiovascular adaptations induced by resistance training in animal models. International journal of Medical Sciences. 2018; 15(4):403-10. [DOI:10.7150/ijms.23150] [PMID] [PMCID]

  2. Toraman NFو Ayceman N. Effects of six weeks of detraining on retention of functional fitness of old people after nine weeks of multicomponent training. British Journal of Sports Medicine. 2005; 39(8):565-8. [DOI:10.1136/bjsm.2004.015586] [PMID] [PMCID]

  3. Leitão L, Pereira A, Mazini M, Venturini G, Campos Y, Vieira J, et al. Effects of three months of detraining on the health profile of older women after a multicomponent exercise program. International Journal of Environmental Research and Public Health. 2019; 16(20):3881. [DOI:10.3390/ijerph16203881] [PMID] [PMCID]

  4. Fragala MS, Cadore EL, Dorgo S, Izquierdo M, Kraemer WJ, Peterson MD, et al. Resistance training for older adults: Position statement from the national strength and conditioning association. The Journal of Strength & Conditioning Research. 2019; 33(8):2019-52. [DOI:10.1519/JSC.0000000000003230] [PMID]

  5. Calderón Montero F, Benito Peinado P, Di Salvo V, Pigozzi F, Maffulli N. Cardiac adaptation to training and decreased training loads in endurance athletes: A systematic review. British Medical Bulletin. 2007; 84(1):25-35. [DOI:10.1093/bmb/ldm027] [PMID]

  6. Wang H, Bei Y, Lu Y, Sun W, Liu Q, Wang Y, et al. Exercise prevents cardiac injury and improves mitochondrial biogenesis in advanced diabetic cardiomyopathy with PGC-1α and Akt activation. Cellular Physiology and Biochemistry. 2015; 35(6):2159-68. [DOI:10.1159/000374021] [PMID]

  7. Inagaki N, Gonoi T, Clement JP, Namba N, Inazawa J, Gonzalez G, et al. Reconstitution of IKATP: An inward rectifier subunit plus the sulfonylurea receptor. Science. 1995; 270(5239):1166-70. [DOI:10.1126/science.270.5239.1166] [PMID]

  8. Minami K, Miki T, Kadowaki T, Seino S. Roles of ATP-sensitive K+ channels as metabolic sensors: Studies of Kir6. x null mice. Diabetes. 2004; 53(suppl 3):S176-80. [DOI:10.2337/diabetes.53.suppl_3.s176] [PMID]

  9. Muntean DM, Kiss L, Jost N, Baczkó I. ATP-sensitive potassium channel modulators and cardiac arrhythmias: An update. Current Pharmaceutical Design. 2015; 21(8):1091-102. [DOI:10.2174/1381612820666141029102800] [PMID]

  10. Rubaiy HN. The therapeutic agents that target ATP-sensitive potassium channels. Acta Pharmaceutica. 2016; 66(1):23-34. [DOI:10.1515/acph-2016-0006] [PMID]

  11. Wang X, Fitts RH. Effects of regular exercise on ventricular myocyte biomechanics and KATP channel function. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 2018; 315(4):H885-96. [DOI:10.1152/ajpheart.00130.2018] [PMID]

  12. Brown DA, Chicco AJ, Jew KN, Johnson MS, Lynch JM, Watson PA, et al. Cardioprotection afforded by chronic exercise is mediated by the sarcolemmal, and not the mitochondrial, isoform of the KATP channel in the rat. The Journal of Physiology. 2005; 569(3):913-24. [DOI:10.1113/jphysiol.2005.095729] [PMID] [PMCID]

  13. Bois P, Bescond J, Renaudon B, Lenfant J. Mode of action of bradycardic agent, S 16257, on ionic currents of rabbit sinoatrial node cells. British Journal of Pharmacology. 1996; 118(4):1051-7. [DOI:10.1111/j.1476-5381.1996.tb15505.x] [PMID] [PMCID]

  14. Carneiro-Júnior MA, Quintão-Júnior JF, Drummond LR, Lavorato VN, Drummond FR, da Cunha DNQ, et al. The benefits of endurance training in cardiomyocyte function in hypertensive rats are reversed within four weeks of detraining. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 2013; 57:119-28. [DOI:10.1016/j.yjmcc.2013.01.013] [PMID]

  15. Holloszy JO. Biochemical adaptations in muscle effects of exercise on mitochondrial oxygen uptake and respiratory enzyme activity in skeletal muscle. Journal of Biological Chemistry. 1967; 242(9):2278-82. [DOI:10.1016/S0021-9258(18)96046-1]

  16. Tadaishi M, Miura S, Kai Y, Kawasaki E, Koshinaka K, Kawanaka K, et al. Effect of exercise intensity and AICAR on isoform-specific expressions of murine skeletal muscle PGC-1α mRNA: A role of β2-adrenergic receptor activation. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2010; 300(2):E341-9. [DOI:10.1152/ajpendo.00400.2010] [PMID]

  17. Wang C, Li Z, Lu Y, Du R, Katiyar S, Yang J, Fu M, Leader JE, Quong A, Novikoff PM. Cyclin D1 repression of nuclear respiratory factor 1 integrates nuclear DNA synthesis and mitochondrial function. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2006; 103(31):11567-72. [DOI:10.1073/pnas.0603363103] [PMID] [PMCID]

  18. Shabani M, Choobineh S, Kordi MR, Afghan M. [The effect of 8 weeks of high intensity interval training on the expression of PGC-1α and VEGF genes in myocardial muscle of male healthy rats (Persian)]. Journal of Sport Biological Sciences. 2016; 8(2):169-76. [doi:10.22059/JSB.2016.59092]

  19. Baghadam M, Mohammadzadeh سalamat Kh, Azizbeigi K, Baesi K. [The effect of resistance training on IRISIN and gene expression of PGC1α in the cardiac muscle in STZ-Induced diabetic rats (Persian)]. Community Health Journal. 2018; 12(3):58-64. http://chj.rums.ac.ir/article_85033.html

  20. Popov DV, Lysenko EA, Bokov RO, Volodina MA, Kurochkina NS, Makhnovskii PA, et al. Effect of aerobic training on baseline expression of signaling and respiratory proteins in human skeletal muscle. Physiological reports. 2018; 6(17):e13868. [DOI:10.14814/phy2.13868] [PMID] [PMCID]

  21. Wibom R, Hultman E, Johansson M, Matherei K, Constantin-Teodosiu D, Schantz P. Adaptation of mitochondrial ATP production in human skeletal muscle to endurance training and detraining. Journal of Applied Physiology. 1992; 73(5):2004-10. [DOI:10.1152/jappl.1992.73.5.2004] [PMID]

  22. Lee H, Kim K, Kim B, Shin J, Rajan S, Wu J, et al. A cellular mechanism of muscle memory facilitates mitochondrial remodelling following resistance training. The Journal of Physiology. 2018; 596(18):4413-26. [DOI:10.1113/JP275308] [PMID] [PMCID]

  23. Kodesh E, Zaldivar F, Schwindt C, Tran P, Yu A, Camilon M, et al. A rat model of exercise-induced asthma: a nonspecific response to a specific immunogen. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 2011; 300(4):R917-24. [DOI:10.1152/ajpregu.00270.2010] [PMID] [PMCID]

  24. Kraljevic J, Høydal MA, Ljubkovic M, Moreira JB, Jørgensen K, Ness HO, et al. Role of KATP channels in beneficial effects of exercise in ischemic heart failure. Medicine and Science in Sports and Exercise. 2015; 47(12):2504-12. [DOI:10.1249/MSS.0000000000000714] [PMID]

  25. Zingman LV, Zhu Z, Sierra A, Stepniak E, Burnett CM-L, Maksymov G, et al. Exercise-induced expression of cardiac ATP-sensitive potassium channels promotes action potential shortening and energy conservation. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 2011; 51(1):72-81. [DOI:10.1016/j.yjmcc.2011.03.010] [PMID] [PMCID]

  26. Kane GC, Behfar A, Yamada S, Perez-Terzic C, O’Cochlain F, Reyes S, et al. ATP-sensitive K+ channel knockout compromises the metabolic benefit of exercise training, resulting in cardiac deficits. Diabetes. 2004, 53(suppl 3):S169-75. [DOI:10.2337/diabetes.53.suppl_3.S169] [PMID]

  27. Kane GC, Behfar A, Dyer RB, O’Cochlain DF, Liu X-K, Hodgson DM, et al. KCNJ11 gene knockout of the Kir6. 2 K ATP channel causes maladaptive remodeling and heart failure in hypertension. Human Molecular Genetics. 2006; 15(15):2285-97. [DOI:10.1093/hmg/ddl154] [PMID]

  28. Yamada S, Kane GC, Behfar A, Liu XK, Dyer RB, Faustino RS, et al. Protection conferred by myocardial ATP-sensitive K+ channels in pressure overload-induced congestive heart failure revealed in KCNJ11 Kir6. 2-null mutant. The Journal of Physiology. 2006; 577(3):1053-65. [DOI:10.1113/jphysiol.2006.119511] [PMID] [PMCID]

  29. Cui Y, Tinker A, Clapp LH. Different molecular sites of action for the KATP channel inhibitors, PNU-99963 and PNU-37883A. British Journal of Pharmacology. 2003; 139(1):122-8. [DOI:10.1038/sj.bjp.0705228] [PMID] [PMCID]

  30. Chatterjee S, Al-Mehdi A-B, Levitan I, Stevens T, Fisher AB. Shear stress increases expression of a KATP channel in rat and bovine pulmonary vascular endothelial cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 2003; 285(4):C959-67. [DOI:10.1152/ajpcell.00511.2002] [PMID]

  31. Wang JS, Li YS, Chen JC, Chen YW. Effects of exercise training and deconditioning on platelet aggregation induced by alternating shear stress in men. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 2005; 25(2):454-60. [DOI:10.1161/01.ATV.0000151987.04607.24] [PMID]

  32. Hu X, Xu X, Huang Y, Fassett J, Flagg TP, Zhang Y, et al. Disruption of sarcolemmal ATP-sensitive potassium channel activity impairs the cardiac response to systolic overload. Circulation Research. 2008; 103(9):1009-17. [DOI:10.1161/CIRCRESAHA.107.170795] [PMID] [PMCID]

  33. Kang C, Ji LL. Role of PGC-1α signaling in skeletal muscle health and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 2012; 1271(1):110-7. [DOI:10.1111/j.1749-6632.2012.06738.x] [PMID] [PMCID]

  34. Hamidie RDR, Yamada T, Ishizawa R, Saito Y, Masuda K. Curcumin treatment enhances the effect of exercise on mitochondrial biogenesis in skeletal muscle by increasing cAMP levels. Metabolism. 2015; 64(10):1334-47. [DOI:10.1016/j.metabol.2015.07.010] [PMID]

  35. Huss JM, Torra IP, Staels B, Giguere V, Kelly DP. Estrogen-related receptor α directs peroxisome proliferator-activated receptor α signaling in the transcriptional control of energy metabolism in cardiac and skeletal muscle. Molecular and Cellular Biology. 2004; 24(20):9079-91. [DOI:10.1128/MCB.24.20.9079-9091.2004] [PMID] [PMCID]

  36. Wu Z, Puigserver P, Andersson U, Zhang C, Adelmant G, Mootha V, et al. Mechanisms controlling mitochondrial biogenesis and respiration through the thermogenic coactivator PGC-1. Cell. 1999; 98(1):115-24. [DOI:10.1016/S0092-8674(00)80611-X]

  37. Baar K, Song Z, Semenkovich CF, Jones TE, Han D-H, Nolte LA, et al. Skeletal muscle overexpression of nuclear respiratory factor 1 increases glucose transport capacity. The FASEB Journal. 2003; 17(12):1666-73. [DOI:10.1096/fj.03-0049com] [PMID]

  38. Islam H, Edgett BA, Gurd BJ. Coordination of mitochondrial biogenesis by PGC-1α in human skeletal muscle: A re-evaluation. Metabolism. 2018; 79:42-51. [DOI:10.1016/j.metabol.2017.11.001] [PMID]

  39. Ikeuchi M, Matsusaka H, Kang D, Matsushima S, Ide T, Kubota T, et al. Overexpression of mitochondrial transcription factor a ameliorates mitochondrial deficiencies and cardiac failure after myocardial infarction. Circulation. 2005; 112(5):683-90. [DOI:10.1161/CIRCULATIONAHA.104.524835] [PMID]

  40. Theilen NT, Kunkel GH, Tyagi SC. The role of exercise and TFAM in preventing skeletal muscle atrophy. Journal of Cellular Physiology. 2017; 232(9):2348-58. [DOI:10.1002/jcp.25737] [PMID] [PMCID]

 

نوع مطالعه: پژوهشی | موضوع مقاله: علوم پايه پزشكي
دریافت: 1398/12/21 | پذیرش: 1399/5/25 | انتشار: 1400/1/12

بازنشر اطلاعات
Creative Commons License این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است.

کلیه حقوق این وب سایت متعلق به مجله علمی پژوهشی افق دانش می باشد.

طراحی و برنامه نویسی : یکتاوب افزار شرق

© 2021 CC BY-NC 4.0 | The Horizon of Medical Sciences

Designed & Developed by : Yektaweb