مقدمه
مواد و روشها
روش آماری
در تحقیق حاضر برای بررسی طبیعی بودن توزیع دادهها از آزمون شاپیرو ویک استفاده شد. همچنین برای بررسی متغیرهای تحیقیق از آزمون آنالیز واریانس یکراهه و آزمون تعقیبی توکی استفاده شد. تمامی بررسیها با استفاده از نرمافزار prism نسخه 5 و در سطح 0/05≤α انجام گرفت.
یافتهها
نتایج آزمون آنالیز واریانس نشان داد که در بین گروهها از نظر بیان KIR6.2 ،SUR2a ،PGC1α و TFAM در بافت قلب موشهای صحرایی نر تفاوت معناداری وجود دارد (0/001=P). آزمون تعقیبی توکی نیز مشخص کرد بیان KIR6.2 ،SUR2a ،PGC1α و TFAM در گروههای کنترل ـ بیتمرینی (0/001=P)، تمرین مقاومتی(0/001=P) و تمرین مقاومتی ـ بیتمرینی (0/001=P) در مقایسه با گروه کنترل افزایش معنادار داشت.
همچنین در گروه تمرین مقاومتی در مقایسه با گروه کنترل ـ بیتمرینی افزایش بیان KIR6.2 ،SUR2a ،PGC1α و TFAM (P=0/001) و در گروه تمرین مقاومتی ـ بیتمرینی در مقایسه با گروه تمرین مقاومتی (0/001=P) کاهش بیان گزارش شد. از نظر بیان KIR6.2 ،SUR2a و TFAM بین گروه کنترل ـ بیتمرینی با گروه تمرین مقاومتی ـ بیتمرینی (0/05≤P) تفاوت معناداری مشاهده نشد (تصاویر شماره 1، 2، 3 و 4)، اما بیان PGC1α در گروه تمرین مقاومتی ـ بیتمرینی در مقایسه با گروه کنترل ـ بیتمرینی بیشتر بود (0/001=P).
بحث
تحقیق حاضر با هدف تأثیر یک دوره بیتمرینی متعاقب تمرین مقاومتی بر بیان KIR6/2 ،SUR2a ،TFAM و PGC1α در بافت قلب موشهای صحرایی نر جوان انجام شد. نتایج نشان داد که تمرین مقاومتی بر کانالهای پتاسیمی تأثیر معناداری داشتهاند.
بر این اساس، گروه تمرین مقاومتی از سطوح بالای KIR6/2 و SUR2a برخوردار بودند. به نحوی که گروههای تمرین مقاومتی ـ بیتمرینی، گروه کنترل ـ بیتمرینی و گروه کنترل در مراتب بعدی از نظر بیان KIR6.2 و SUR2a قرار داشتند.
در مورد تأثیر تمرین مقاومتی بر این پروتئینها نتایج روشنی یافت نشد، اما تحقیقات وانگ و همکاران نشان داد تمرین منظم استقامتی باعث افزایش معنادار میوسیت SUR و محتوای KIR میشود [11].
دیوید و همکاران نشان دادند پروتئین KIR افزایش 58 درصدی و SUR افزایش 75 درصدی را در گروه تمرین داشت [12]. در تحقیقات کرالویچ و همکاران نیز نشان داده شد تمرینات تناوبی باعث افزایش SUR2a در بافت قلب موشهای با نارسایی قلبی میشود [24].
در مورد اثرات بیتمرینی متعاقب تمرینات ورزشی بر کانالهای پتاسیمی نیز نتایج روشنی یافت نشد، اما برخی مطالعات نشان داده که اثر برادی کاردیک ورزش مزمن هنگامی که موشها به مدت دو هفته بیتمرین شدند، معکوس شد [13]. تنظیم منظم بیان کانالهای پتاسیمی حساس به ATP در پاسخ به ورزش میتواند به عنوان یک عنصر مهم سازگاری باشد [25].
در همین راستا کان و همکارانش گزارش کردند که حذف کانالهای حساس به ATP هنگام تمرین ورزشی منجر به نقص عملکرد قلبی میشود [26]. زینگ مان و همکاران نشان دادند که افزایش ناشی از ورزش در بیان کانال ATP باعث افزایش سرعت و بزرگی عمل کوتاه شدن پتانسیل عمل در پاسخ به شتاب ضربان قلب میشود [25].
مطالعات اخیر با استفاده از موشهای فاقد Kir6.2 نشان داد اختلال در فعالیت کانال KATP منجر به فعال شدن مسیرهای وابسته به کلسی نورین، که به نوبه خود باعث افزایش تجمع هستهای عوامل رونویسی طرفدار هیپرتروفیک MEF2 و NF-AT میشود [28 ،27].
ورزش از طریق مسیر آبشار سیگنالی پایانه کیناز c-Jun/NH2 باعث فعالسازی رونویسی ژن SUR2a میشود [25]. اگرچه تعریف دقیق مکانیسم زمینهساز تنظیم مجدد کانالهای KATP توسط ورزش به مطالعه بیشتر نیاز دارد، اما برخی مطالعات نشان داده که افزایش رونویسی ABCC9 باعث تولید SUR2A و افزایش بیان کاناهای عملکردی KATP در پاسخ به مواجهه کوتاهمدت با ورزش میشود [25].
در مورد KIR6/2 نیز فعالیت آن در VSM توسط مسیرهای سیگنالینگ PKC (مهاری) و PKA (فعال سازی) و استرس متابولیکی مانند هیپوکسی و ایسکمی قابل تعدیل است [29].
اما آنچه قابلتوجه است روند کاهشی در بیان کانالهای پتاسیم متعاقب بیتمرینی است. در این تحقیق از نظر بیان KIR6.2 و SUR2a بین گروه کنترل ـ بیتمرینی با گروه تمرین مقاومتی ـ بیتمرینی تفاوت معنادارای وجود نداشت.
به عبارت دیگر، موشهای تمرین کرده در صورتی که با بیتمرینی مواجه شوند، میتوانند در کوتاهمدت مقادیر KIR6.2 و SUR2a سلولهای قلبی را از دست داده و به شرایط کنترل ـ بیتمرینی نزدیک شوند.
با توجه به اینکه تنش برشی از عوامل افزایشدهنده بیان کاناهای پتاسیمی است [30] و تحت تأثیر ورزش و بیتمرینی قرار میگیرد [31]، میتوان یکی از دلایل کاهش بیان این کانالها را به کاهش تنش برشی نسبت داد. از سوی دیگر، افزایش و یا کاهش کانالهای پتاسیمی بر عوامل بیوژنز میتوکندریایی همچون PGC1α نیز مؤثر است [32].
نتایج ما نشان داد که تمرین مقاومتی باعث افزایش بیان PGC1α میشود. هرچند بیتمرینی متعاقب تمرین مقاومتی، باعث کاهش آن میشود. باقدم و همکاران در بررسی تأثیر تمرین مقاومتی بر آیرزین و بیان ژن PGC1α در عضله قلب موشهای دیابتی نشان دادند که تمرین مقاومتی باعث افزایش معناردار PGC1α میشود [19].
شعبانی و همکاران، تأثیر هشت هفته تمرینات هوازی بر بیان PGC1α و VEGF در عضله قلبی موشهای نر سالم را بررسی کرده و تغییر معناداری در PGC1α گزارش نکردند [18]. PGC1α دو ایزوفرم آلفا و بتا دارد و از طریق فعال کردن گروهی از عوامل انتقال سبب افزایش بیوژنز میتوکندریایی شده و خود تحت تأثیر عواملی فعال میشود [19].
کانگ و همکاران گزارش کردند بیان PGC1α نقش مهمی در جلوگیری از آتروفی عضله اسکلتی دارد و نشاندهنده افزایش مسیر بیوژنز میتوکندریایی و کاهش آسیب اکسیداتیو است [33].
مطالعات نشان داده که فعالیت بدنی، بیان PGC1α را از طریق مسیر گیرنده بتا آدرنرژیک/cAMP افزایش میدهد [34]. فعالیت ورزشی و افزایش تقاضای انرژی به افزایش AMP، غلظت کلسیم (ca) گروههای فسفات آزاد (pi) و گونههای فعال اکسیژن (ROS) درون سلولی منجر میشود.
این سوبسترا به فعالسازی برخی از سیگنالهای درون سلولی، از جمله پروتئین وابسته به کلسیم کالمودولین پروتئین کیناز فعالشونده با (AMPK) AMP و کیناز فعالشونده با میتوژن P38 منجر میشود که نقش مهمی در تنظیم افزایشی فعالیت PGC1α و در پی آن بیوژنز میتوکندری دارد [33].
فعالیت کانالهای پتایسمی نیز برای حفظ بیان PGC-1α در شرایط استرس مورد نیاز است. سرکوب فعالیت کانال KATP، بیان PGC1α را از طریق مسیر سیگنالینگ FOXO1 مختل میکند [32]. این احتمال وجود دارد Akt بیان ژن PGC1α را از طریق فسفوریلاسیون و خروج هستهای phos-FOXO1تنظیم میکند.
مطالعات پیشین نشان داده که اختلال در فعالیت کانال KATP در میوسیتهای قلبی نوزادان باعث افزایش فسفوریلاسیون Akt میشود [32]. در همین راستا نتایج ما نشان داد به دنبال افزایش KIR6.2 و SUR2a در اثر تمرین مقاومتی، بیان PGC-1α افزایش پیدا میکند. همچنین متعاقب بیتمرینی و کاهش بیان کانالهای پتاسیمی، بیان PGC-1α نیز کاهش مییابد.
PGC-1α بیوژنز میتوکندری را با همبستگی مستقیم عوامل رونویسی همانند فاکتور تنفسی هستهای (NRF) و گیرنده مرتبط با استروژن (ERR) تعدیل میکند [35]. محلهای اتصال برای مونومر NRF-1 و هتروترامر NRF-2 (به عنوان GABP نیز شناخته میشوند) در پروموترهای بیشتر ژنهای زنجیره تنفسی یافت میشوند.
تاکنون اثر بیان بیش از حد NRF-1 یا NRF-2 در بافت قلبی ارزیابی نشده است، اما بیان بیش از حد NRF-1 در عضلات اسکلتی باعث افزایش ژنهای فسفوریلاسیون اکسیداتیو (OXPHOS) شد. PGC-1α از لحاظ فیزیکی با هر دو NRF-1 و -2 در تعامل است و فعالیت آنها را روی ژنهای میتوکندری تحریک میکند [37 ،36].
همچنین افزایش PGC1α رونویسی عامل تنفس هستهای را تحریک کرده و منجر به افزایش بیان عامل رونویسی میتوکندریایی (TFAM) و سایر زیرواحدهای میتوکندریایی زنجیره انتقال الکترون میشود [17].
پژوهش حاضر نشان داد که تمرین مقاومتی باعث افزایشTFAM در سلولهای قلبی موشهای سالم میشود، اما بیتمرینی باعث کاهش معنادار آن شد. پوپو و همکاران تأثیر دو ماه تمرین هوازی را بر TFAM عضله اسکلتی در نمونههای انسانی بررسی کرده و افزایش معنادار آن را گزارش کردند [20]. ایسلام و همکاران نیز نتایج مشابهی را گزارش کردند [38].
واکنشهای متقابل بین ژنوم هستهای و میتوکندری، تا حدودی از طریق پروتئینهای رمزگذاریشده هستهای همچون TFAM ،TFB1 و TFB2 انجام میشود. ژنهای این سه پروتئین توسط PGC-1α از طریق القا و فعالسازی NRF-1 و NRF-2 القا میشوند.
TFAM، یک گروه فاکتور رونویسی تحرک بالا بوده و مسئول تکثیر و رونویسی DNA میتوکندری است. اختلال در هدف TFAM به طور خاص در بافت قلبی منجر به کاهش قابلتوجهی در ظرفیت حملونقل الکترونی، کاردیومیوپاتی خود به خودی و نارسایی قلبی میشود. در مقابل، افزایش بیان TFAM در بافت قلبی باعث محافظت از نارسایی قلبی ناشی از انفارکتوس میوکارد شده است [39].
مطالعات نشان داده که ROS از طریق اتصال به mtDNA منجر به تخریب و کاهش عملکرد آن میشود. فاکتور رونویسی میتوکندری (TFAM)، به mtDNA متصل و آن را میپوشاند و در حالی که عملکرد میتوکندری را افزایش میدهد، از ROS و تخریب آن محافظت میکند [40].
ورزش از طریق افزایشPGC1α باعث افزایش TFAM شده و بیوژنز میتوکندریایی را افزایش میدهد. با این حال بیتمرینی میتواند این روند را معکوس کند [40].
نتایج پژوهش حاضر نیز نشان داد که بیتمرینی باعث کاهش PGC1α و TFAM در سلولهای قلبی موشهای سالم میشود. این احتمال وجود دارد که بیتمرینی از طریق افزایش عواملی همچون ROS و نیز کاهش PGC1α و TFAM بیوژنز میتوکندریایی را کاهش دهد.
نتیجهگیری
درنهایت نتایج این تحقیق نشان میدهد که تمرین مقاومتی باعث افزایش کانالهای پتاسیمی KIR6.2 و SUR2a و همچنین افزایش عوامل بیوژنز میتوکندریایی PGC1α و TFAM سلولهای قلبی میشود. تمرین مقاومتی از طریق افزایش KIR6.2 و SUR2a در افزایش بیوژنز میتوکندریایی از طریق PGC1α و TFAM مؤثر است.
با این حال، سازگاریهای قلبی ناشی از تمرین مقاومتی، در اثر بیتمرینی به مراحل پایه قابل بازگشت است. بیتمرینی باعث کاهش بیان کانالهای پتاسیمی و عوامل افزایشدهنده بیوژنز میتوکندریایی میشود.
ملاحظات اخلاقی
پیروی از اصول اخلاق پژوهش
این مطالعه مورد تایید کمیته اخلاق دانشگاه علوم پزشکی اردبیل با کد اخلاق IR.ARUMS.REC.1398.555 قرار گرفت.
حامی مالی
این مقاله برگرفته از رساله دکتری نویسنده اولگروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده علوم تربیتی و روانشناسی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل است.
مشارکت نویسندگان
تمام نویسندگان در طراحی، اجرا و نگارش همه بخشهای پژوهش حاضر مشارکت داشتهاند.
تعارض منافع
نویسندگان این مقاله هیچگونه تعارض منافع ندارند.
References
Melo S, da Silva Júnior N, Barauna V, Oliveira E. Cardiovascular adaptations induced by resistance training in animal models. International journal of Medical Sciences. 2018; 15(4):403-10. [DOI:10.7150/ijms.23150] [PMID] [PMCID]
Toraman NFو Ayceman N. Effects of six weeks of detraining on retention of functional fitness of old people after nine weeks of multicomponent training. British Journal of Sports Medicine. 2005; 39(8):565-8. [DOI:10.1136/bjsm.2004.015586] [PMID] [PMCID]
Leitão L, Pereira A, Mazini M, Venturini G, Campos Y, Vieira J, et al. Effects of three months of detraining on the health profile of older women after a multicomponent exercise program. International Journal of Environmental Research and Public Health. 2019; 16(20):3881. [DOI:10.3390/ijerph16203881] [PMID] [PMCID]
Fragala MS, Cadore EL, Dorgo S, Izquierdo M, Kraemer WJ, Peterson MD, et al. Resistance training for older adults: Position statement from the national strength and conditioning association. The Journal of Strength & Conditioning Research. 2019; 33(8):2019-52. [DOI:10.1519/JSC.0000000000003230] [PMID]
Calderón Montero F, Benito Peinado P, Di Salvo V, Pigozzi F, Maffulli N. Cardiac adaptation to training and decreased training loads in endurance athletes: A systematic review. British Medical Bulletin. 2007; 84(1):25-35. [DOI:10.1093/bmb/ldm027] [PMID]
Wang H, Bei Y, Lu Y, Sun W, Liu Q, Wang Y, et al. Exercise prevents cardiac injury and improves mitochondrial biogenesis in advanced diabetic cardiomyopathy with PGC-1α and Akt activation. Cellular Physiology and Biochemistry. 2015; 35(6):2159-68. [DOI:10.1159/000374021] [PMID]
Inagaki N, Gonoi T, Clement JP, Namba N, Inazawa J, Gonzalez G, et al. Reconstitution of IKATP: An inward rectifier subunit plus the sulfonylurea receptor. Science. 1995; 270(5239):1166-70. [DOI:10.1126/science.270.5239.1166] [PMID]
Minami K, Miki T, Kadowaki T, Seino S. Roles of ATP-sensitive K+ channels as metabolic sensors: Studies of Kir6. x null mice. Diabetes. 2004; 53(suppl 3):S176-80. [DOI:10.2337/diabetes.53.suppl_3.s176] [PMID]
Muntean DM, Kiss L, Jost N, Baczkó I. ATP-sensitive potassium channel modulators and cardiac arrhythmias: An update. Current Pharmaceutical Design. 2015; 21(8):1091-102. [DOI:10.2174/1381612820666141029102800] [PMID]
Rubaiy HN. The therapeutic agents that target ATP-sensitive potassium channels. Acta Pharmaceutica. 2016; 66(1):23-34. [DOI:10.1515/acph-2016-0006] [PMID]
Wang X, Fitts RH. Effects of regular exercise on ventricular myocyte biomechanics and KATP channel function. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 2018; 315(4):H885-96. [DOI:10.1152/ajpheart.00130.2018] [PMID]
Brown DA, Chicco AJ, Jew KN, Johnson MS, Lynch JM, Watson PA, et al. Cardioprotection afforded by chronic exercise is mediated by the sarcolemmal, and not the mitochondrial, isoform of the KATP channel in the rat. The Journal of Physiology. 2005; 569(3):913-24. [DOI:10.1113/jphysiol.2005.095729] [PMID] [PMCID]
Bois P, Bescond J, Renaudon B, Lenfant J. Mode of action of bradycardic agent, S 16257, on ionic currents of rabbit sinoatrial node cells. British Journal of Pharmacology. 1996; 118(4):1051-7. [DOI:10.1111/j.1476-5381.1996.tb15505.x] [PMID] [PMCID]
Carneiro-Júnior MA, Quintão-Júnior JF, Drummond LR, Lavorato VN, Drummond FR, da Cunha DNQ, et al. The benefits of endurance training in cardiomyocyte function in hypertensive rats are reversed within four weeks of detraining. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 2013; 57:119-28. [DOI:10.1016/j.yjmcc.2013.01.013] [PMID]
Holloszy JO. Biochemical adaptations in muscle effects of exercise on mitochondrial oxygen uptake and respiratory enzyme activity in skeletal muscle. Journal of Biological Chemistry. 1967; 242(9):2278-82. [DOI:10.1016/S0021-9258(18)96046-1]
Tadaishi M, Miura S, Kai Y, Kawasaki E, Koshinaka K, Kawanaka K, et al. Effect of exercise intensity and AICAR on isoform-specific expressions of murine skeletal muscle PGC-1α mRNA: A role of β2-adrenergic receptor activation. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2010; 300(2):E341-9. [DOI:10.1152/ajpendo.00400.2010] [PMID]
Wang C, Li Z, Lu Y, Du R, Katiyar S, Yang J, Fu M, Leader JE, Quong A, Novikoff PM. Cyclin D1 repression of nuclear respiratory factor 1 integrates nuclear DNA synthesis and mitochondrial function. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2006; 103(31):11567-72. [DOI:10.1073/pnas.0603363103] [PMID] [PMCID]
Shabani M, Choobineh S, Kordi MR, Afghan M. [The effect of 8 weeks of high intensity interval training on the expression of PGC-1α and VEGF genes in myocardial muscle of male healthy rats (Persian)]. Journal of Sport Biological Sciences. 2016; 8(2):169-76. [doi:10.22059/JSB.2016.59092]
Baghadam M, Mohammadzadeh سalamat Kh, Azizbeigi K, Baesi K. [The effect of resistance training on IRISIN and gene expression of PGC1α in the cardiac muscle in STZ-Induced diabetic rats (Persian)]. Community Health Journal. 2018; 12(3):58-64. http://chj.rums.ac.ir/article_85033.html
Popov DV, Lysenko EA, Bokov RO, Volodina MA, Kurochkina NS, Makhnovskii PA, et al. Effect of aerobic training on baseline expression of signaling and respiratory proteins in human skeletal muscle. Physiological reports. 2018; 6(17):e13868. [DOI:10.14814/phy2.13868] [PMID] [PMCID]
Wibom R, Hultman E, Johansson M, Matherei K, Constantin-Teodosiu D, Schantz P. Adaptation of mitochondrial ATP production in human skeletal muscle to endurance training and detraining. Journal of Applied Physiology. 1992; 73(5):2004-10. [DOI:10.1152/jappl.1992.73.5.2004] [PMID]
Lee H, Kim K, Kim B, Shin J, Rajan S, Wu J, et al. A cellular mechanism of muscle memory facilitates mitochondrial remodelling following resistance training. The Journal of Physiology. 2018; 596(18):4413-26. [DOI:10.1113/JP275308] [PMID] [PMCID]
Kodesh E, Zaldivar F, Schwindt C, Tran P, Yu A, Camilon M, et al. A rat model of exercise-induced asthma: a nonspecific response to a specific immunogen. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 2011; 300(4):R917-24. [DOI:10.1152/ajpregu.00270.2010] [PMID] [PMCID]
Kraljevic J, Høydal MA, Ljubkovic M, Moreira JB, Jørgensen K, Ness HO, et al. Role of KATP channels in beneficial effects of exercise in ischemic heart failure. Medicine and Science in Sports and Exercise. 2015; 47(12):2504-12. [DOI:10.1249/MSS.0000000000000714] [PMID]
Zingman LV, Zhu Z, Sierra A, Stepniak E, Burnett CM-L, Maksymov G, et al. Exercise-induced expression of cardiac ATP-sensitive potassium channels promotes action potential shortening and energy conservation. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 2011; 51(1):72-81. [DOI:10.1016/j.yjmcc.2011.03.010] [PMID] [PMCID]
Kane GC, Behfar A, Yamada S, Perez-Terzic C, O’Cochlain F, Reyes S, et al. ATP-sensitive K+ channel knockout compromises the metabolic benefit of exercise training, resulting in cardiac deficits. Diabetes. 2004, 53(suppl 3):S169-75. [DOI:10.2337/diabetes.53.suppl_3.S169] [PMID]
Kane GC, Behfar A, Dyer RB, O’Cochlain DF, Liu X-K, Hodgson DM, et al. KCNJ11 gene knockout of the Kir6. 2 K ATP channel causes maladaptive remodeling and heart failure in hypertension. Human Molecular Genetics. 2006; 15(15):2285-97. [DOI:10.1093/hmg/ddl154] [PMID]
Yamada S, Kane GC, Behfar A, Liu XK, Dyer RB, Faustino RS, et al. Protection conferred by myocardial ATP-sensitive K+ channels in pressure overload-induced congestive heart failure revealed in KCNJ11 Kir6. 2-null mutant. The Journal of Physiology. 2006; 577(3):1053-65. [DOI:10.1113/jphysiol.2006.119511] [PMID] [PMCID]
Cui Y, Tinker A, Clapp LH. Different molecular sites of action for the KATP channel inhibitors, PNU-99963 and PNU-37883A. British Journal of Pharmacology. 2003; 139(1):122-8. [DOI:10.1038/sj.bjp.0705228] [PMID] [PMCID]
Chatterjee S, Al-Mehdi A-B, Levitan I, Stevens T, Fisher AB. Shear stress increases expression of a KATP channel in rat and bovine pulmonary vascular endothelial cells. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 2003; 285(4):C959-67. [DOI:10.1152/ajpcell.00511.2002] [PMID]
Wang JS, Li YS, Chen JC, Chen YW. Effects of exercise training and deconditioning on platelet aggregation induced by alternating shear stress in men. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 2005; 25(2):454-60. [DOI:10.1161/01.ATV.0000151987.04607.24] [PMID]
Hu X, Xu X, Huang Y, Fassett J, Flagg TP, Zhang Y, et al. Disruption of sarcolemmal ATP-sensitive potassium channel activity impairs the cardiac response to systolic overload. Circulation Research. 2008; 103(9):1009-17. [DOI:10.1161/CIRCRESAHA.107.170795] [PMID] [PMCID]
Kang C, Ji LL. Role of PGC-1α signaling in skeletal muscle health and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 2012; 1271(1):110-7. [DOI:10.1111/j.1749-6632.2012.06738.x] [PMID] [PMCID]
Hamidie RDR, Yamada T, Ishizawa R, Saito Y, Masuda K. Curcumin treatment enhances the effect of exercise on mitochondrial biogenesis in skeletal muscle by increasing cAMP levels. Metabolism. 2015; 64(10):1334-47. [DOI:10.1016/j.metabol.2015.07.010] [PMID]
Huss JM, Torra IP, Staels B, Giguere V, Kelly DP. Estrogen-related receptor α directs peroxisome proliferator-activated receptor α signaling in the transcriptional control of energy metabolism in cardiac and skeletal muscle. Molecular and Cellular Biology. 2004; 24(20):9079-91. [DOI:10.1128/MCB.24.20.9079-9091.2004] [PMID] [PMCID]
Wu Z, Puigserver P, Andersson U, Zhang C, Adelmant G, Mootha V, et al. Mechanisms controlling mitochondrial biogenesis and respiration through the thermogenic coactivator PGC-1. Cell. 1999; 98(1):115-24. [DOI:10.1016/S0092-8674(00)80611-X]
Baar K, Song Z, Semenkovich CF, Jones TE, Han D-H, Nolte LA, et al. Skeletal muscle overexpression of nuclear respiratory factor 1 increases glucose transport capacity. The FASEB Journal. 2003; 17(12):1666-73. [DOI:10.1096/fj.03-0049com] [PMID]
Islam H, Edgett BA, Gurd BJ. Coordination of mitochondrial biogenesis by PGC-1α in human skeletal muscle: A re-evaluation. Metabolism. 2018; 79:42-51. [DOI:10.1016/j.metabol.2017.11.001] [PMID]
Ikeuchi M, Matsusaka H, Kang D, Matsushima S, Ide T, Kubota T, et al. Overexpression of mitochondrial transcription factor a ameliorates mitochondrial deficiencies and cardiac failure after myocardial infarction. Circulation. 2005; 112(5):683-90. [DOI:10.1161/CIRCULATIONAHA.104.524835] [PMID]
Theilen NT, Kunkel GH, Tyagi SC. The role of exercise and TFAM in preventing skeletal muscle atrophy. Journal of Cellular Physiology. 2017; 232(9):2348-58. [DOI:10.1002/jcp.25737] [PMID] [PMCID]
بازنشر اطلاعات | |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |